Przedmiot do wyboru - Diagnostyka molekularna 320-BS2-2PDW12
Laboratorium (LAB)
Rok akademicki 2021/22
Informacje o zajęciach (wspólne dla wszystkich grup)
| Liczba godzin: | 15 | ||
| Limit miejsc: | 24 | ||
| Zaliczenie: | Zaliczenie na ocenę | ||
| Literatura: |
Literatura podstawowa: 1. Bal J. (red.). 2013. Biologia molekularna w medycynie. Elementy genetyki klinicznej. PWN. Warszawa. 2. Christiansen D.G. 2005. A microsatellite-based method for genotyping diploid and triploid water grog of the Rana esculenta hybrid complex. Molecular Ecology Notes, 5: 190-193.https://onlinelibrary.wiley.com/doi/epdf/10.1111/j.1471-8286.2004.00869.x 3. Hauswaldt J.S., Höer M., Ogielska M., Christiansen D.G., Dziewulska-Szwajkowska D., Czernicka E., Vences M. 2012. A simplified molecular method for distinguishing among species and ploidy levels in European water frogs (Pelophylax). Molecular Ecology Resources, 12: 797-805. https://onlinelibrary.wiley.com/doi/epdf/10.1111/j.1755-0998.2012.03160.x 4. Pilot M., Rutkowski R. 2005. Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych. Warszawa : Muzeum i Instytut Zoologii PAN. 5. Ratkiewicz. M. 2006. Od genetyki do genomiki populacji: nowe perspektywy badań w ekologii i biologii ewolucyjnej. KOSMOS problemy nauk biologicznych. Tom 55, numer 1 (270), str. 129-136. http://kosmos.icm.edu.pl/PDF/2006/129.pdf 6. Świsłocka, M., Czajkowska, M., Duda, N., & Ratkiewicz, M. 2015. Admixture promotes genetic variation in bottlenecked moose populations in eastern Poland. Mammal Research, 60(2), 169-179. https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/s13364-015-0221-5.pdf Literatura uzupełniająca: 1. Słomski R. (red.). 2014. Analiza DNA: praktyka. Wydawnictwo Uniwersytetu Przyrodniczego w Poznaniu, Poznań. 2. Węgleński P. (red.). 2018. Genetyka molekularna. PWN. Warszawa. |
||
| Efekty uczenia się: |
WIEDZA: 1. Student zna i rozumie złożone procesy komórkowe na poziomie molekularnym (KA7_WG2). 2. Student zna i rozumie nowoczesne metody diagnostyczne, w tym statystyczne, stosowane w badaniach molekularnych (KA7_WG6). 3. Student zna i rozumie główne tendencje rozwojowe nauk biologicznych oraz czynniki, w tym finansowe, umożliwiające prowadzenie badań laboratoryjnych oraz diagnostycznych (KA7_WG7). UMIEJĘTNOŚCI: 1. Student potrafi wykorzystywać zaawansowane narzędzia laboratoryjne i urządzenia pomiarowe w celu rozwiązywania zadań z zakresu diagnostyki laboratoryjnej (KA7_UW2). KOMPETENCJE SPOŁECZNE: 1. Student jest gotów do systematycznego zapoznawania się z najnowszymi osiągnięciami naukowymi z dziedziny diagnostyki molekularnej (KA7_KK1). Sposoby weryfikacji: - bieżąca ocena prawidłowo wykonanych zadań praktycznych, - bieżąca ocena prawidłowo uzupełnionych kart pracy, - kolokwium pisemne (pytania zamknięte). |
||
| Metody i kryteria oceniania: |
1. Bieżąca kontrola stanu wiedzy studentów w trakcie trwania laboratoriów. 2. Bieżąca kontrola praktycznych zadań laboratoryjnych wykonywanych przez studenta podczas zajęć: stosowanie różnych technik molekularnych oraz obsługa sprzętu laboratoryjnego. 3. Kontrola obecności studenta na zajęciach laboratoryjnych (dopuszcza się jedną nieobecność na zajęciach z koniecznością napisania pisemnego referatu na wyznaczony przez Prowadzącego temat z zakresu diagnostyki molekularnej) 4. Pozytywna ocena z kolokwium - sprawdzian pisemny (test zamknięty). Warunkiem zaliczenia zajęć laboratoryjnych jest pozytywna ocena z kolokwium. Metody sprawdzenia czy zakładane efekty kształcenia zostały osiągnięte: bieżąca ocena prawidłowo wykonanych zadań praktycznych, bieżąca ocena prawidłowo uzupełnionych kart pracy, kolokwium pisemne (pytania zamknięte). |
||
| Zakres tematów: |
1. Izolacja DNA z odchodów Cervidae: a) Izolacja DNA z odchodów Cervidae na kolumnach ze złożem krzemionkowym; b) Elektroforeza na żelu agarozowym - sprawdzenie jakości i ilości DNA. 2. Reakcja PCR w diagnostyce molekularnej: a) Zasady techniki PCR, PCR multipleks, FastPCR; b) Kontrola reakcji PCR; c) Nastawienie reakcji PCR i PCR multipleks – loci mikrosatelitarnego DNA. 3. Wykorzystanie loci mikrosatelitarnego DNA w diagnostyce molekularnej: a) Przygotowanie prób do analiz w sekwenatorze kapilarnym – denaturacja produktów reakcji multipleks PCR; b) Elektroforetyczny rozdział produktów reakcji multipleks PCR w sekwenatorze kapilarnym; c) Analiza długości fragmentów mikrosatelitarnego DNA z wykorzystaniem narzędzia Auto Bin w programie GeneMapper v4.0; d) Interpretacja uzyskanych wyników: identyfikacja osobników oraz ich płci. 4. Molekularna identyfikacja gatunków oraz systemów genetycznych żab zielonych (Pelophylax): a) Elektroforeza na żelu agarozowym – analiza polimorfizmu długości sekwencji genu SAI-1; b) Przygotowanie prób do analiz w sekwenatorze kapilarnym – denaturacja produktów reakcji PCR (gen SAI-1); c) Elektroforetyczny rozdział produktów reakcji PCR w sekwenatorze kapilarnym; d) Interpretacja uzyskanych wyników: określenie gatunków oraz systemów genetycznych żab zielonych (Pelophylax). 5. Ustalanie rodzicielstwa i wieloojcostwa norników (Microtus sp.) na podstawie danych molekularnych: a) Badania genetyczne w ustaleniu ojcostwa; b) Przygotowanie surowych danych genetycznych do analizy wieloojcostwa u norników (Microtus sp.); c) Analiza wieloojcostwa – praca z programem Cervus oraz GERUD 2.0. |
||
| Metody dydaktyczne: |
1. Praca z instrukcjami przygotowanymi na zajęcia. 2. Praca w czteroosobowych grupach. 3. Praktyczne wykonywanie zadań laboratoryjnych związanych z pracą z pipetami i odczynnikami molekularnymi oraz obsługą urządzeń znajdujących się na wyposażeniu laboratorium molekularnego. 4. Uzupełnianie kart pracy na zajęciach laboratoryjnych. 5. Konsultacje. |
||
Grupy zajęciowe
| Grupa | Termin(y) | Prowadzący |
Miejsca  |
Akcje |
|---|---|---|---|---|
| 1 |
(brak danych),
(sala nieznana)
|
Magdalena Świsłocka, Magdalena Czajkowska | 11/ |
szczegóły |
| 2 |
(brak danych),
(sala nieznana)
|
Magdalena Świsłocka, Magdalena Czajkowska | 12/ |
szczegóły |
|
Wszystkie zajęcia odbywają się w budynku: |
||||
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet w Białymstoku.