Techniki molekularne w biologii 320-BS2-1TMB
Laboratorium (LAB) Rok akademicki 2022/23

Literatura podstawowa:

Węgleński P. (red.). 2018. Genetyka molekularna PWN. Warszawa

Bal. J. (red.) 2013. Biologia molekularna w medycynie. PWN Warszawa.

Pilot. M, Rutkowski R. (red.). 2005. Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych. MiIZ PAN. Warszawa.

Słomski R. (red.). 2014. Analiza DNA: praktyka. UP. Poznań.

Słomski R. (red.). 2011. Analiza DNA: teoria i praktyka. UP. Poznań.

Buchowicz J. 2012. Biotechnologia molekularna. Modyfikacje genetyczne, postępy, problemy. PWN. Warszawa.

Literatura uzupełniająca:

Higgs, Paul G. (red.) 2012. Bioinformatyka i ewolucja molekularna. PWN. Warszawa.

Freeland J. Ekologia Molekularna. 2021. PWN. Warszawa.

Wiedza:

1. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod biologii molekularnej, tj. izolacja kwasów nukleinowych, reakcja PCR, reakcja PCR-RFLP, reakcja sekwencjonowania, elektroforeza agarozowa i kapilarna kwasów nukleinowych oraz zna ich zastosowanie. KA7_WG6, KA7_WG7

2. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA od analiz sekwencji DNA. KA7_WG6

Umiejętności:

3. Posługując się aparatem do elektroforezy, termocyklerem DNA i sekwenatorem student wykonuje podstawowe analizy molekularne w celu określenia genotypu badanego organizmu. KA7_UW1, KA7_UW2

Kompetencje społeczne:

4. Student jest świadomy możliwości badawczych i aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej. KA7_WG7

5. Student jest zdolny do zespołowej i samodzielnej pracy podczas wykonywania analiz laboratoryjnych i komputerowych z zakresu biologii molekularnej. (KA7_UO7)

Sposoby weryfikacji:

- poprawność wykonywanych zadań zgodnie z Instrukcją do zajęć laboratoryjnych (KA7_UW1, KA7_UW2, KA7_UO7);

- kolokwium pisemne (KA7_WG6, KA7_WG7).

1. Sprawdzenie obecności na zajęciach (dopuszczalna jest jedna nieobecność, druga musi zostać odpracowana).

2. Pozytywna ocena ze sprawdzianu pisemnego.

1. Izolacja DNA z materiału zwierzęcego za pomocą zestawu A&A Biotechnology oraz określenie ilości i jakości wyizolowanego DNA za pomocą spektrofotometru i elektroforezy agarozowej oraz urządzenia Qubit.

2. Przygotowanie mieszaniny reakcyjnej multipleks FastPCR w celu genetycznej identyfikacji płci ssaków. Obsługa teromcyklera DNA, projektowanie profilu PCR i sprawdzenie produktów reakcji na żelu agarozowym.

3. Trawienie restryktazą powielonego fragmentu DNA w celu analizy polimorfizmów w populacji nornika zwyczajnego, elektroforeza na żelu agarozowym i wizualizacja prążków. Symulacja komputerowa działania restryktazy HaeIII na powielony fragment (program NEBcutter2.0).

4. Podstawy reakcji sekwencjonowania DNA, zasady i sposoby oczyszczania DNA po reakcji PCR, przygotowanie mieszaniny reakcyjnej, reakcja sekwencjonowania.

5. Usuwanie nieprzyłączonych dideoksynukleotydów (ddNTP) po reakcji sekwencjonowania zestawem ExTerminator A&A Biotechnology, programowanie sekwenatora DNA oraz rozdział fragmentów DNA na sekwenatorze kapilarnym.

6. Dopasowywanie (ang. alignment) sekwencji DNA (Programy Chromas Lite i BioEdit). Konstruowanie drzew filogenetycznych (program MEGA 4) Przegląd internetowych baz danych (NCBI i inne), Zapoznanie się z systemem BOLD. Projektowanie starterów do reakcji PCR (programy Primer3 i FastPCR).

Studenci wykonują poszczególne eksperymenty zgodnie z przygotowanymi przez prowadzącego Instrukcjami do zajęć laboratoryjnych.